Programma
Il corso prevede 48 ore di lezioni teoriche, esercizi al computer e seminari.
Biologia Molecolare (24 ore)
Introduzione al Genoma ed alla complessità funzionale dei sistemi eucarioti. Cenni sui meccanismi di maturazione dell’RNA: capping, splicing e poliadenilazione. Splicing alternativo e regolazione dello splicing; Elementi di terapia genica (Distrofia Muscolare di Duchenne); Esporto e stabilità dell’RNA; Struttura della cromatina e modificazioni istoniche; Il modello dell’mRNA Factory: RNA non codificanti (ncRNA); RNA interference: scoperta, meccanismi di azione e fattori coinvolti; microRNA (miRNA): biogenesi, meccanismi di azione e ruolo nel differenziamento e nella proliferazione; long non-coding RNA (lncRNA); RNA circolari RNA (circRNAs); RNAi e cromatina.
Genomica Strutturale (12 ore).
Evoluzione del concetto di gene: dalle teorie di Darwin sull’ereditarietà all’Era post-genomica; il Progetto Genoma Umano; il Progetto Encode.
Tecnologie di sequenziamento del DNA e del genoma (Sanger, Maxam-Gilbert, BAC). Sequenziamento automatizzato e Next-Generation Sequencing (NGS). La tecnologia "Illumina". Anatomia dei genomi, grandezza del genoma e numero di geni. Il DNA non codificante (ncDNA).
Tecnologie di sequenziamento dell’RNA. Il trascrittoma e l’analisi high-throughput dell’espressione genica; WET lab e DRYLAB applicati all’analisi di un tipico esperimento di RNA-seq (FASTQ, PHRED quality score, FASTQC). Identification de-novo e analisi dell’espressione differenziale di mRNA e RNAs non-codificanti (ncRNA).
Approcci genetici e biochimici per lo studio dell’interattoma. Il sistema del “two-hybrid”; Immunoprecipitazione, Co-immunoprecipitazione, Protein tagging e saggi di pull-down. Studio delle interazioni tra PROTEINE (ChIP) e RNA (ChIRP) con la cromatina: le tecniche di i) Chromatin Immunoprecipitation (ChIP) e di ii) Chromatin Isolation by RNA Purification (ChIRP). Identificazione e studio di domini topologici (TADs). 3C, 5C, Hi-C e ChIA-PET.
Genomica Funzionale (6 ore).
Approcci di genetica Forward e Reverse. Sistemi modello: pros e cons. Editing Genomico: il sistema CRISPR/CAS9. Screening omici basati su RNAi e CRISPR. Analisi funzionale di mRNA e non-coding RNA (ncRNA) in sistemi di differenziamento muscolari e neuronali (topo e uomo).
Risorse web per l’analisi in silico di dati genomici (6 ore).
Esercizi in aula informatizzata. Elaborazione ed interpretazione di dati genomici. Database biologici (primari, secondari, specializzati); il formato FLAT; NCBI: accesso via Taxonomy, Gene; Protein Map Viewer, Pubmed and Pubmed MeSH, Entrez; Genome browsers (UCSC), Ensembl, DDBJ, UniProt; Elementi di gene ontology (GO). miRBase, TargetScan e miRTARBASE.
Prerequisiti
L’insegnamento di Molecular Biology and Genomics nel percorso triennale è al III anno ed è incluso tra gli insegnamenti obbligatori. Prerequisiti fondamentali per la comprensione degli argomenti trattati sono le conoscenze di base della Genetica e della Biologia Molecolare. La comprensione scritta della lingua Inglese è indispensabile per usufruire degli articoli scientifici proposti in aggiunta ai libri di testo come materiale didattico.
Testi di riferimento
Libri di testo:
- R.F. Weaver Molecular Biology, Mc Graw Hill, V Edition
- Watson J.D. et al Molecular Biology of the Gene, Zanichelli VII Edition
- Arthur M. Lesk 2009, “INTRODUZIONE ALLA GENOMICA”, Zanichelli
- Greg Gibson, Spencer V. Muse 2004, “INTRODUZIONE ALLA GENOMICA”, Zanichelli
- Tom Strachan, Judith Goodship, Patrick Chinnery 2016, “GENETICA E GENOMICA”, Zanichelli
Per un immediato aggiornamento dei testi o del materiale didattico distribuito dal docente consultare la pagina web del corso:
https://elearning.uniroma1.it/course/view.php?id=4530
Modalità insegnamento
Il corso è strutturato in lezioni teoriche frontali ed esercitazioni al computer. In particolare sono previste 48 ore complessive di didattica frontale (6 CFU). Le lezioni si svolgono 2 volte a settimana in aula e l’esposizione avviene mediante l’utilizzo di diapositive su Power-Point. Sulle basi delle conoscenze acquisite, gli studenti saranno in grado di presentare in forma di seminari, individuali o di gruppo, articoli estratti dalla letteratura corrente.
Le lezioni saranno tenute in Aula Psicologia II (CUO26, E01PS1L084) in modalità blended.
Altre informazioni sono disponibili alla pagina elearning del corso:
https://elearning.uniroma1.it/course/view.php?id=4530
Frequenza
La frequenza al Corso non è obbligatoria.
Modalità di esame
La prova d’esame ha l’obiettivo di verificare il livello di conoscenza ed approfondimento degli argomenti del programma dell’insegnamento e la capacità di ragionamento sviluppata dallo studente. La valutazione è espressa in trentesimi (voto minimo 18/30, voto massimo 30/30 con lode).
La valutazione consiste di una prova orale e di una prova pratica al computer della durata complessiva di 40-60 minuti svolte nello stesso giorno dal docente di riferimento. L’esame consente di verificare il raggiungimento degli obiettivi in termini di conoscenze e competenze acquisite così come le abilità comunicative. In particolare, nella prova orale vengono valutate la proprietà di linguaggio, la chiarezza espositiva e la capacità critica di fronte a problemi genomici. Nella prova pratica (al computer) si valuteranno le capacità del candidato di applicare le competenze acquisite nella consultazione di database biologici e nell'analisi di dati di trascrittomica attraverso Zenbu e UCSC.
Il voto finale risulterà dalla media fra l'esposizione orale e la prova pratica al computer
Bibliografia
Biotechnology and genomics in medicine. Sandy B. Primrose, Richard M. Twyman. Genomics: Applications in Human Biology, Chapter I.
The Ever-Evolving Concept of the Gene: The Use of RNA/Protein Experimental Techniques to Understand Genome Functions. Cipriano A, Ballarino M. Front Mol Biosci. 2018 Mar 6;5:20. doi: 10.3389/fmolb.2018.00020. eCollection 2018. Review.
RNA regulation: a new genetics? Mattick JS. Nat Rev Genet. 2004 Apr;5(4):316-23. Review.
The relationship between non-protein-coding DNA and eukaryotic complexity. Taft RJ, Pheasant M, Mattick JS. Bioessays. 2007 Mar;29(3):288-99.
Next-generation sequencing: from basic research to diagnostics. Voelkerding KV, Dames SA, Durtschi JD. Clin Chem. 2009 Apr;55(4):641-58. doi: 10.1373/clinchem.2008.112789. Epub 2009 Feb 26. Review.
What is bioinformatics? A proposed definition and overview of the field. Luscombe NM, Greenbaum D, Gerstein M. Methods Inf Med. 2001;40(4):346-58. Review.
A survey of best practices for RNA-seq data analysis. Conesa A, Madrigal P, Tarazona S, Gomez-Cabrero D, Cervera A, McPherson A, Szcześniak MW, Gaffney DJ, Elo LL, Zhang X, Mortazavi A. Genome Biol. 2016 Jan 26;17:13. doi: 10.1186/s13059-016-0881-8. Review.
Comparison of RNA-Seq and microarray in transcriptome profiling of activated T cells. Zhao S, Fung-Leung WP, Bittner A, Ngo K, Liu X. PLoS One. 2014 Jan 16;9(1):e78644. doi: 10.1371/journal.pone.0078644. eCollection 2014.
Next-generation sequencing: from basic research to diagnostics. Voelkerding KV, Dames SA, Durtschi JD. Clin Chem. 2009 Apr;55(4):641-58. doi: 10.1373/clinchem.2008.112789. Epub 2009 Feb 26. Review.
Library construction for next-generation sequencing: Overviews and challenges. Steven R. Head, H. Kiyomi Komori, Sarah A. LaMere, Thomas Whisenant, Filip Van Nieuwerburgh, Daniel R. Salomon, Phillip Ordoukhanian. Biotechniques. 2014; 56(2): 61–passim. doi: 10.2144/000114133
A Mouse Geneticist’s Practical Guide to CRISPR Applications. Priti Singh, John C. Schimenti, Ewelina Bolcun-Filas. Genetics. 2015 Jan; 199(1): 1–15. doi: 10.1534/genetics.114.169771
Prevention of muscular dystrophy in mice by CRISPR/Cas9–mediated editing of germline DNA. Chengzu Long, John R. McAnally, John M. Shelton, Alex A. Mireault, Rhonda Bassel-Duby, Eric N. Olson. Science. 2014 Sep 5; 345(6201): 1184–1188. doi: 10.1126/science.1254445
Yeast Two-Hybrid Screen. Lauren Makuch. Methods in Enzymology, Volume 539, Chapter III.
The art and design of genetic screens: Caenorhabditis elegans. Nat Rev Genet. Jorgensen EM, Mango SE. 2002 May;3(5):356-69. Review.
Drosophila, the golden bug, emerges as a tool for human genetics. Bier E. Nat Rev Genet. 2005 Jan;6(1):9-23. Review.
From sequence to phenotype: reverse genetics in Drosophila melanogaster. Adams MD, Sekelsky JJ. Nat Rev Genet. 2002 Mar;3(3):189-98. Review.
The art and design of genetic screens: Drosophila melanogaster. St Johnston D. Nat Rev Genet. 2002 Mar;3(3):176-88. Review.
The art and design of genetic screens: mammalian culture cells. Grimm S. Nat Rev Genet. 2004 Mar;5(3):179-89. Review.
The art and design of genetic screens: mouse. Kile BT, Hilton DJ. Nat Rev Genet. 2005 Jul;6(7):557-67. Review.
The art and design of genetic screens: zebrafish. Patton EE, Zon LI. Nat Rev Genet. 2001 Dec;2(12):956-66. Review.
Chen S, Sanjana NE, Zheng K, Shalem O, Lee K, Shi X, Scott DA, Song J, Pan JQ, Weissleder R, Lee H, Zhang F, Sharp PA. Genome-wide CRISPR screen in a mouse model of tumor growth and metastasis. Cell. 2015 Mar 12;160(6):1246-60.
Modalità di erogazione
Il corso è strutturato in lezioni teoriche frontali ed esercitazioni al computer. In particolare sono previste 48 ore complessive di didattica frontale (6 CFU). Le lezioni si svolgono 2 volte a settimana in aula e l’esposizione avviene mediante l’utilizzo di diapositive su Power-Point. Sulle basi delle conoscenze acquisite, gli studenti saranno in grado di presentare in forma di seminari, individuali o di gruppo, articoli estratti dalla letteratura corrente.
Le lezioni saranno tenute in Aula Psicologia II (CUO26, E01PS1L084) in modalità blended.
Altre informazioni sono disponibili alla pagina elearning del corso:
https://elearning.uniroma1.it/course/view.php?id=4530
